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脾脏动物体内****的淋巴器官。位于左上腹胃的背面，胃与膈之间，呈内侧向内凹陷的扁椭圆形或条索状等，是有被膜覆盖的实体性器官，脾一侧有一凹陷，即脾门。血管、神经由此进出脾脏。被膜结缔组织从四周向脾内部伸入，形成许多条索状的小梁。小梁相互连接构成支架，支架之间为脾的实质部分。脾分为红髓与白髓两部分，白髓主要由淋巴组织构成，红髓由条索状的淋巴组织——脾索和通连成网的血窦——脾窦构成。红髓分布于白髓周围从被膜下到小梁间广泛的区域。在与白髓交界区叫边缘区，边缘区是血液中抗原物质入脾，启动免疫反应的主要场所，又是免疫致敏细胞进入白髓和脾索红髓的通道。
取材方法一般为活体组织取材，取材部位没有特殊要求，一般取脾脏实体组织的中央部位，红髓与白髓都可以取到，具体观察部位要根据半薄切片光镜定位于红髓、白髓或边缘区进行取舍。

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骨髓样本一般观察的是各种细胞的形态，由于其内容比较复杂，需要淋巴分散液处理，进行分层，吸取所需要观察的细胞成分进行涂片（扫描电镜）或做成细胞团块进行固定（透射电镜），然后按相关电镜常规处理方法进行处理。

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从许多研究生实验动物标本取材情况来看，都不是很理想，原因最多的是放血后取材，直接导致组织细胞因缺血缺氧后出现的细胞死后变化，线粒体、内质网等膜性结构的水肿变性较常见，干扰了观察结果，导致一些不科学的形态结果。如果想在很短的时间内进行多器官取材，目前除了全身血管灌注固定以外，还有一种方法值得大家试用，就是结扎血管取材法。就是将要取材的器官游离出来，用线或血管钳阻断血流，再将该器官切取下，迅速放入固定液中修块成1立方毫米左右的若干小块，这样取材后再进行采血操作可能是比较好的结果。如果认为这样采血效果不好，那么，在实验期间应多增加几只实验动物专做电镜用，这样可以保证电镜标本的取材。以上方法仅供参考。

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培养细胞的固定在胰酶消化后先用生理盐水做成悬液，然后离心沉淀，弃上清液后加入戊二醛固定液，然后用吸管吹气打碎细胞团，让细胞固定充分（30分钟-60分钟），然后离心成团，如果细胞团大于2mm，建议用刀片切成2份，分管固定。用血清作为预包埋细胞团，最好将细胞团游离于血清液中15分钟后吸取血清，要留一点血清，然后加入固定液于冰箱内固定过夜即可。在后续处理中应保证细胞团不分散，如果不能成团，只能每一步都要进行离心沉淀处理。以上建议，仅供参考。

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细胞培养是实验最基础的实验手段，如何制好细胞包埋块，却不是一件容易的事情，现在介绍一种方法，大家试试。
一、透射电镜处理：1、培养瓶内细胞培养的，先将培养液倒掉，用生理盐水或缓冲液漂洗一次，然后将固定液倒入培养瓶内将细胞全部浸入固定液内约半小时，然后用胰酶消化处理，将消化下来的细胞离心成团，根据血清预包埋法进行处理即可。2、载玻片培养的（光滑面），将玻片用生理盐水漂洗干净后，用刀片沿着玻片边缘切割出矩形细胞片，再用固定液浸泡30分钟，然后在冷的生理盐水中摇换，使细胞片自然脱落，如果不能自然脱落，可用镊子及刀片协助剥离。这种处理方式可很好地观察细胞间的连接情况。然后按常规方法处理。
2、扫描电镜处理：1、培养瓶内细胞培养的，用生理盐水或缓冲液漂洗一次，然后将固定液倒入培养瓶内将细胞全部浸入固定液内约半小时，然后用胰酶消化处理，将消化下来的细胞离心成团，然后常规处理，但这种处理方法容易将细胞表面结构造成破坏。2、破坏性处理：先用生理盐水漂洗后将玻璃培养瓶打碎，取出1-2厘米大小的碎片（有细胞）浸入固定液内固定30分钟，进行常规操作处理，用冷冻干燥法干燥。3、盖玻片（1cm）细胞培养:将细胞直接培养在盖玻片上，清洗干净后按常规方法处理即可，冷冻干燥法干燥。载玻片培养的应该将玻片切割成1cm大小进行处理。这种处理方法可以很好地保存细胞的培养时的形态。以上方法，仅供参考！

[ 本帖最后由 fzxd888 于 2017-11-23 10:54 编辑 ]

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从目前的情况来看，电镜标本取材还没有一个规范性操作标准，由于科研项目的要求不同，取材方式会有些许差异。但是电镜取材与光镜取材有着明显不同之处，由于电镜观察的局限性以及很高的一致性-即标本经过固定后与生活时的状态要非常接近，需要在尽可能短的时间内标本得到固定，因此，电镜取材才会有“快、小、冷、准”的要求。但是，很多学生对这个要求理解不透，取材失误也就在所难免了。有些学生担心取不到需要观察的位置，因此就取得较大一块标本，最终导致标本固定不良失去了观察意义，费时费力却得不到结果，白忙活！因此，任何生物标本必须严格按照上述四个要点进行，如果真的做不到“快”，但至少要做到“小”，小是最关键的要求，即标本的大小要小于1毫米，在保证取材部位准确的前提下尽可能的“小”，标本数量尽可能多些，这样就可保证标本的完整性。因为每个包埋块都要先进行半薄切片观察，总会找到需要观察分析的位置。其实那些取得较大块的标本只要多切几刀，分成若干个小块即可，其实这个操作并不难！这也说明大多数学生对取材和结果相关性的认识不够，对取材的重要性没有引起足够的重视有关！

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细胞培养是一个细活，条件苛刻，需要一丝不苟的态度和深厚的技术积累。由于影响培养细胞的固定质量的因素较多，应该引起大家的注意，比如PH值、渗透压、浓度以及配方溶剂性质等，其中固定液PH值的影响常常被忽略了，我们知道，大多数细胞属于PH值7.0范畴，但有些细胞适合酸性环境比如胃、小肠上皮细胞，肾组织偏酸性，则固定液也应该调整相应PH值。有些细胞适合于高渗环境，比如海洋生物细胞，有些适合于低渗环境，比如淡水生物细胞，故固定液也需要相应调整！我们常规的戊二醛固定液PH值大概在6.8-7.2之间，适合于大多数细胞。对于培养细胞，固定液的浓度可以稍降低一些，比如1.5%。大家可以根据细胞培养液的相关指标对固定液作相应调整。对于贴壁培养细胞来说，****方法就是在载玻片上培养-原位常温固定-低温轻推刮取-离心沉淀-血清（蛋清）预包埋预固定。目前不提倡胰酶消化作常规电镜观察！

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目前有些同学在实验动物取材外周神经的时候，采取分离后镊子挑出再剪刀剪断，这样做出来的标本，其神经髓鞘由于拉伸损伤造成髓鞘假性松解水肿现象，应该引起大家注意。正确的做法是，在原位将神经纤维连同周围组织一起剪下，再进一步修剪处理，必须用“双刀切割法”修块，长度保证小于等于1mm左右。

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从目前的观察效果来看，培养细胞最好是原位固定后再行后续处理。由于胰酶消化下来的细胞，好多存在细胞膜损伤情况，对于超微结构研究影响较大，尤其是细胞器大部分受到影响，实验结果偏差较大！对于不重视超微结构而仅仅是观察某些纳米材料是否进入细胞内及存在部位的观察，胰酶消化可以接收。正确的方法就是：在培养细胞（贴壁细胞）时，将细胞培养在载玻片上，再将培养好的细胞的载玻片浸没在固定液內原位固定20min左右，再将载玻片浸没在冷的缓冲液中稍微冷却后，让细胞因冷刺激稍微收缩，与载玻片接触面粘附度减少，便于剥离（尤其是连接紧密上皮细胞），技术好的话，可以整片剥离下来，如果实在剥不下来，可以用锋利刀片协助刮下，这样的细胞大多保持原样，可以很好地区分细胞的游离面和基底面，以及细胞间的连接状况，而且细胞完整度很高，大家可以试试。