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培养细胞的电镜制作方法多种多样，悬浮法、原位固定法、离心沉淀法、涂片法，取材的方法有酶消化法、刮取法、冷冻脱落法等，至于何种方法比较可靠呢？有人说，要根据研究的目的设计取材方法，比如观察细胞间的连接状况，建议直接在培养玻片上处理，然后用顶扣法包埋，据说效果不错。比如观察细胞凋亡状态，建议采取全细胞离心沉淀法收集所有的培养细胞，包括漂浮的凋亡细胞。这里出现了一个问题，直接用酶消化好呢，还是用细胞刷刮取好呢？从我们实验室收到的标本来看，两种方法都有，从细胞超微结构的损伤来看，酶消化下来的细胞虽然整个看起来比较完整，但是，细胞“被凋亡”（由于人为或外界化学因素造成的细胞凋亡而不是在试验条件下的凋亡——本人杜撰的名词）的现象明显增多，也许是酶消化时对细胞形态的影响吧；而用细胞刷或刮片取下来的细胞，虽然细胞破损现象比较严重，但没有被刮伤的细胞形态却保存的比较完整，有些成片的细胞间的连接还是保存的比较完好。但毕竟损伤的细胞太多了。如何更多地保存完整的细胞，是我们研究人员必须关心的问题，不知大家有何高招？
我们目前在尝试这样的方法：就是在取材之前，对于贴壁的培养细胞，先去掉培养液，先用戊二醛固定液预先进行固定20分钟，然后用细胞刮片轻轻地刮取，感觉细胞很容易脱落，然后离心沉淀。从形态来看，细胞比纯粹的刮取要好得多，大家不妨先试试。

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培养细胞电镜制备方法，我的体会：
1.如果是想看连接的细胞，原则上刮取比较好，这样细胞可以成团块。
2,需要观察其他细胞可以用酶消化。
3.细胞量收集要注意，不要太少，也不能太多，如果细胞太多，容易固定不好，脱水和包埋剂渗透都有问题。建议半个绿豆大小比较适合。
具体我的操作：
1.收集细胞悬液，低速离心4000转左右，弃上清液，加入0.5%戊二醛固定液混悬固定10分钟（这样的优点是，不要用较高的浓度的固定液去刺激细胞，混悬固定可以让细胞的各个面都可以固定到）。
2.高速离心10000转以上15分钟，弃上清液，缓缓加入3%的戊二醛固定即可。

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超高速离心会造成细胞间互相挤压，甚至细胞核偏移现象，合适的离心速度对于培养细胞来说应该在5000转左右，细胞体积大的可以适当降低转速，如果是细胞器混悬液，应该在10000转以上，以上观点，仅供参考！