九日

材料与方法
􀀁 材料: 取人穿刺活检组织, 用Car no y 固定液或无水乙醇固定。0􀀂 5%高碘酸液的配制: 称取高碘酸0􀀂 5 g, 加蒸馏水100 ml, 待溶解后置于4 􀀂 冰箱避光保存。无色品红液( Schiff 液) 的配制: 先将200 ml 双蒸馏水煮沸, 在保持微沸的情况下, 加入1 g 碱性复红并摇动, 使其彻底溶解, 此时溶液呈深红色。待溶液冷却到50􀀂 时过滤并加入20 ml 1mol/ L 盐酸, 冷却到25􀀂 时加入2 g 重亚硫酸钠, 塞住瓶口, 摇动容器以充分混合( 此时颜色明显变淡) , 于室温避光放置过夜后( 呈淡稻草黄色) , 加入1~ 1􀀂 5 g 活性炭( 使用前称取) 轻摇数分钟, 静置1 h 后, 用双层滤纸过滤至棕色小口砂瓶内, 呈完全无色为佳。封口, 放入4 􀀂 冰箱避光保存。
􀀁 染色方法: 按以下步骤进行: ( 1) 切片常规脱蜡至水、蒸馏水洗。( 2) 在0􀀂5%高碘酸水溶液氧化5~ 10 min。( 3)流水冲洗数分钟后再用蒸馏水洗2 次。( 4) 置无色品红液( Schiff 液) 于暗处反应10 min, 流水冲洗5 min ( 对着色较深的切片可缩短间) 。( 5) 用May er 或H arr is 明矾苏木素液染核2~ 3 min, 0􀀂 5%盐酸乙醇分化, 自来水洗后细胞核变蓝为止。( 6) 无水乙醇脱水, 二甲苯透明, 中性树胶封固。
实验过程应注意的事项: ( 1) 试剂配制过程所用的玻璃器皿要求化学洁净。( 2) 糖原易溶于水, 故组织固定前不能用水冲洗, 可直接将小块新鲜组织置于非水溶性液中固定, 对固定不好的组织, 可出现糖原颗粒趋于细胞一端的情况。( 3) 配制Schiff 液的碱性复红分子量应为337􀀂 85, 重亚硫酸钠为分析纯, 应有较浓的刺激性硫气味( Schiff 液含有足够的SO2 可使试剂保持稳定) 。( 4) 配制后Schiff 液按每瓶10 ml 分装, 置于冰箱保存, 可长期使用, 染色前试剂应恢复至室温, 室温在15 􀀂 以下时可用40 􀀂 温水稍加温后使用。( 5) Schiff 液使用时一般采用滴染色法, 用过的试剂不可回收再用。( 6) 糖原染色时, 应同时做淀粉酶消化阴性对照, 即先行1% 淀粉酶水溶液( 或唾液) 于37􀀂 温箱消化30~ 60 min 后PAS 染色。
此文转载节选于福建医药杂志2006 年第28 卷第6 期􀀁
作者：陈小萍  吴钦穗

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